(A) Wzrost właściwości nabłonkowych w komórkach MDA-MB-231 po obniżeniu poziomu ADHFE1 za pomocą siRNA. Dodanie permeantu komórkowego D-2HG hamuje indukowany siRNA MET. * P <0,01 względem siRNA kontrolnego. Pokazane jest średnie. SD dla 10 policzonych obszarów (na 100 komórek) i ekspresja białka w dniu 3 po transfekcji siRNA. Oryginalne powiększenie, × 200. (B i C) Mitochondrialny wskaźnik ponadtlenkowy, MitoSOX, wykazuje zwiększone wytwarzanie ponadtlenku w komórkach MCF10A i MCF12A z podwyższonym poziomem ADHFE1. Pokazane są reprezentatywne eksperymenty z użyciem cytometrii przepływowej. Komórki MCF10A, 27,3%. 19,6% wzrost ponadtlenku w porównaniu do kontroli wektorowej (n = 4); Komórki MCF12A, 48,2%. 5,5% (n = 4); P <0,05. (D i E) Hamowanie indukowanego ADHFE1 EMT przez N-acetylocysteinę (NAC). Komórki MCF10A i MCF12A hodowano przez 3 dni. NAC (10 mM) dodano 24 godziny przed oceną EMT. Liczba komórek z mezenchymalnymi cechami została policzona w 5 reprezentatywnych obszarach jako odsetek wszystkich komórek. Istotność różnic w A, D i E określono za pomocą dwustronnego testu t. Przeprogramowanie metaboliczne podczas transformacji komórek i metabolizmu żelaza może powodować wzrost ilości rodników tlenowych, o których wiadomo, że indukują EMT (27). W związku z tym przetestowaliśmy, czy ROS są zwiększone przez ADHFE1 i czy wychwytywanie ROS przez przeciwutleniacz, N-acetylocysteinę, może zapobiegać indukowanemu przez ADHFE1 EMT w komórkach MCF10A i MCF12A. Zastosowaliśmy fluorochrom, MitoSOX, do ilościowego oznaczenia mitochondrialnego nadtlenku poprzez analizę FACS. Nasze odkrycia wykazały 30% do 50% wzrostu wytwarzania ponadtlenku w komórkach MCF10A i MCF12A po zwiększeniu ADHFE1 (Figura 8, B i C), co wskazuje, że ROS mogą przyczyniać się do indukowanego ADHFE1 EMT. W szczególności zaobserwowaliśmy, że leczenie mM D-2HG o dużej przenikalności komórkowej doprowadziło do znacznego wzrostu mitochondrialnych ROS w tych liniach komórkowych (Suplemental Rysunek 15). W celu dalszej weryfikacji związku pomiędzy ROS i indukowanym ADHFE1 EMT eksponowaliśmy komórki MCF10A i MCF12A z regulowaną w górę ADHFE1 na N-acetylocysteinę, 24 godziny przed oceną EMT. Dane pokazały, że uprzednia ekspozycja na N-acetylocysteinę hamuje indukowaną ADHFE1 mezenchymalną transróżnicowanie (Figura 8, D i E). Przeciwnie, leczenie szczawianem, konkurencyjnym inhibitorem zależnych od NADP + IDH1 i IDH2, nie wpływało na ekspresję markerów EMT indukowanych ADHFE1 (Suplementalna Figura 16). Ta ostatnia obserwacja przemawia przeciwko roli redukcyjnej karboksylacji w rozwoju EMT. ADHFE1 i D-2HG indukują wzrost mammosfery. Analiza szlaku intencjonalności (IPA) przewidywała, że ADHFE1 i D-2HG wzmacniają pluripotencję zarodkowych komórek macierzystych w komórkach sutka, a markery komórek macierzystych, takie jak ALDH1, były znacząco podwyższone w komórkach z nadekspresją ADHFE1. Aby dodatkowo potwierdzić to odkrycie, przeprowadziliśmy test formowania kuli, aby zbadać, czy ADHFE1 i D-2HG zwiększają cechy podobne do komórek macierzystych w komórkach MCF10A i MCF12A, oceniając zarówno tworzenie kuli, jak i różnicowanie w kanałach końcowych (Supplemental Figure 17), hipotezę że ADHFE1 i D-2HG zwiększyłyby tworzenie się kulek, ale uniemożliwiłyby utworzenie kanału końcowego. Jak pokazano na Figurze 9, zarówno ADHFE1, jak i 2HG indukowały tworzenie kulki, jednocześnie zmniejszając liczbę kanałów końcowych, wskazując na tłumienie różnicowania. Figura 9ADHFE1 i permeant D-2-hydroksyglutaranu z komórkami indukują tworzenie sferycznych komórek MCF10A i MCF12A. (A) Regulacja w górę ADHFE1 indukuje tworzenie kuli i hamuje różnicowanie do kanałów końcowych w komórkach MCF12A. Sterowanie pokazuje kanały końcowe. Oryginalne powiększenie, × 40. (B) 2-hydroksyglutaran permeatyczny dla komórek (oktylo-2HG) indukuje tworzenie kuli i hamuje różnicowanie do kanałów końcowych. Oryginalne powiększenie, × 40. W A i B dane są średnie. SD dla potrójnych eksperymentów [przypisy: pecherzyca, pole kwadratu o boku x jest równe polu czworokąta, pekan ]
